Projet de Post Doctorat – Laboratoire du Futur, UMR 5258

 

 

Le sujet proposé vise à la mise au point de tests d'(éco-)toxicité miniaturisés par des dispositifs microfluidiques. Il s’inscrit dans un contexte d’évolution réglementaire rapide vis-à-vis des produits chimiques  à l’échelle nationale et européenne. En effet, le règlement européen REACH (Registration, Evaluation and Authorisation of CHemicals) qui est entré en vigueur le 1er juin 2007 pour une application progressive, représente une modification majeure dans le domaine de la régulation des substances chimiques. Il instaure une nouvelle procédure réglementant l’enregistrement, l’évaluation, l’autorisation et la restriction des substances chimiques pour tous les producteurs et importateurs de substances à plus d’une tonne par an sur le territoire de l’Union Européenne. D’autres directives (WFD, RSDE) insistent sur l’impact environnemental des produits chimiques et sur le profil environnemental favorable des nouvelles molécules. Pour certains types de matériaux ( tels que les nanomatériaux), le contexte réglementaire tant au niveau européen qu’international évolue rapidement et des méthodes d’évaluation pertinentes sont nécessaires à l’acquisition rapide de possibles déterminants toxicologiques pour nos substances en cours d’industrialisation.

 

Cela s’applique à un grand nombre de produits dont il faut évaluer les propriétés physicochimiques, toxicologiques et écotoxicologiques afin de pouvoir répondre aux exigences de ce règlement. Cette évolution majeure doit s’accompagner d’un développement et ajustement des méthodes actuelles qui risquent de devenir limitantes et contraignantes pour les industriels. Les tests d’écotoxicité présentent un challenge important car ils font en partie recours à l’expérimentation animale qu’il convient de limiter le plus possible. Ces tests sont néanmoins essentiels car ils servent à déterminer la toxicité environnementale aigue et chronique des substances vis à vis de différents organismes vivants : microalgues, daphnies, poissons (pour le compartiment aquatique), bactéries, vers, ou encore plantes (pour le compartiment terrestre). Ces tests réalisés sur des organismes non cibles représentatifs de l’environnement  sont normés et respectent ainsi un protocole bien établi (series des guidelines OCDE 200). Ils sont généralement appliqués sur des matières actives ou des produits finis ; or, ces essais devraient également pouvoir être réalisés pendant la phase de mise au point de nouvelle molécules, afin de diriger les essais exploratoires et de privilégier les molécules ayant un profil environnemental favorable. La mise au point de ce type d’essai de screening est l’objet de ce travail post-doctoral.

 

Dans le cadre de ce travail, nous proposons de développer et d’adapter certains de ces tests dans des outils fluidiques miniaturisés afin de bénéficier des capacités de criblage de ces outils [1-3]. Plus particulièrement, nous souhaiterions nous concentrer sur les tests avec les organismes dont la taille est compatible avec celle de nos outils. Nous comptons ainsi adapter les tests à partir des microalgues (norme NF EN ISO 8692) et des bactéries (norme NF EN ISO 11348-3).

 

Nous envisageons d’utiliser une approche de type microfluidique digitale dans laquelle le microorganisme à étudier est confiné au sein d’une goutte contenant la substance chimique qui est transportée dans une phase continue immiscible. L’utilisation et l’intérêt de la microfluidique à goutte pour l’étude de microalgues ou de bactéries ont déjà été démontrés dans la littérature [4-9]. Les gouttes engendrées dans les systèmes fluidiques peuvent circuler dans les canaux d’écoulement mais également être stockées. Comme chacune des gouttes représente un test et qu’il est possible d’en générer plusieurs de composition identique ou variable, il devient alors possible d’accéder à un grand nombre d’informations. Cela permet par exemple d’avoir une puissance statistique importante pour une condition donnée ou de cribler en parallèle plusieurs compositions (cas des mélanges chimiques) et d’accélérer ainsi les phases d’acquisition de données.

 

L’objectif de ce postdoctorat sera de mettre au point et de valider cette méthode avec des microalgues (Pseudokirchneriella subcapitata) et des bactéries luminescentes (Vibrio fischeri) pour valider la pertinence d’une telle approche. Afin d’évaluer la toxicité des substances il est envisagé de suivre la croissance des microalgues par une méthode de comptage sous microscope et de suivre la luminescence de la bactérie par spectroscopie. Le postdoctorant bénéficiera de l’expérience et de la compétence du laboratoire dans la mise au point et l’utilisation d’outils microfluidiques [10] et pourra notamment s’appuyer sur des travaux de thèse venant de se terminer [11] dans lesquels des expériences de microbiologie ont été réalisées sur des outils microfluidiques. Un support de la part de l’unité Toxicological and Environmental Risk Assessment ainsi que du département Advance Environmental Solutions du Groupe Solvay permettra une aide au développement et à la validation de la méthode par comparaison avec les connaissances internes du groupe sur un lot de substances identifiées.

 

Profil des candidats :

Le candidat devra avoir une thèse et des compétences dans le domaine de la biologie des microorganismes et de la microfluidique, le goût du travail en équipe ainsi qu’une curiosité pour les sujets transdisciplinaires. Une expérience à l’interface bio/technologique serait un plus.

 

Contact :

Pierre Guillot & Flavie Sarrazin,

Laboratoire du Futur UMR 5258, 178 avenue du Docteur Schweitzer, 33608 Pessac

pierre.guillot@solvay.com & flavie.sarrazin@solvay.com

 

 

 

1 – The origins & the future of microfluidics (2006), G. M. Whitesides, Nature, 442:368-3736

2 – Microfluidics: Fluid physics at the nanoliter scale (2005), T. M. Squires & S. R. Quake, Rev. Mod. Phys., 77: 977-1026

3 – Microfluidics: Applications for analytical purposes in chemistry & biochemistry  (2008), K. Ohno, K. Tachikawa & A. Manz, Electrophoresis, 29: 4443–4453

4 – Applications of microfluidics in chemical biology (2006),  D. B. Weibel & G. M. Whitesides, Current Opinion in Chemical Biology, 10: 584–591

5 – Static microdroplet arrays: a microfluidic device for droplet trapping, incubation & release for enzymatic and cell-based assays (2009), A. Huebner, D. Bratton, G. Whyte, M. Yang, A. J. deMello, C. Abell & F. Hollfelder, Lab Chip, 9: 692–698

6 – Microdroplet-Enabled Highly Parallel Co-Cultivation of Microbial Communities (2011), J. Park, A. Kerner, M. A. Burns & X. N. Lin, PLoS ONE, 6:17019

7 – Millifluidic droplet analyser for microbiology (2011), L. Baraban, F. Bertholle, M. L. M. Salverd, N. Bremond, P. Panizza, J. Baudry, J. Arjan, G. M. de Visser & J. Bibette, Lab Chip, 11: 4057-4062

8 – Microalgae motility measurement microfluidic chip for toxicity assessment of heavy metals (2012), G. Zheng, Y. Wang & J. Qin, Anal Bioanal Chem, 404:3061–3069

9- Growth kinetics of microalgae in microfluidic static droplet arrays (2012), A. Dewan, J. Kim, R.H. McLean, S.A. Vanapalli & M.N. Karim, Biotechnol Bioeng., 109:2987-96

10 – http://www.lof.cnrs.fr

11 – Développement d’outils miniaturisés pour la microbiologie haut debit (2014), D. Lalanne-Aulet, Thèse de doctorat de l’Université de Bordeaux

12 – Department of Microbiology and Plant Biology – University of Oklahoma, http://www.ou.edu/cas/botany-micro/faculty/pictures/vibrio.jpg

13 – http://www.algalweb.net/selenast-b.jpg